Production of cellulases, purification and characterization of kinetic biochemical ß-galactosidase produced by fungus isolated from the Amazon.

A seleção de fungos produtores de celulases é uma das possíveis estratégias para a obtenção das enzimas necessárias para hidrolisar o material lignocelulósico da biomassa vegetal e com isso contribuir para a viabilização da produção de etanol celulósico. O objetivo desse trabalho foi realizar um screening dos fungos isolados da região amazônica para a avaliação da produção de enzimas relacionadas à degradação da biomassa vegetal, a fim de selecionar uma linhagem para produção, purificação e caracterização bioquímica, cinética e biologia estrutural da enzima ß-Galactosidase. Dessa forma, esse trabalho foi realizado em três etapas, primeiramente foi realizado um screening de 40 linhagens fúngicas isoladas da região amazônica, através do cultivo em fermentação em estado sólido (FES), a 35C, por 240 horas, utilizando como substrato o farelo de trigo. Avaliou-se a produção de xilanase, endoglucanase, FPase, pectinase, ßglicosidase e proteínas totais, sendo que os fungos que mais se destacaram foram o: P6B2, melhor produtor de xilanase, P47C3 (Aspergillus niger), melhor produtor de endoglucanase e ß-glicosidase e o P40B3, melhor produtor de FPase. Esses três fungos, foram selecionados para a segunda fase do trabalho para avaliação na produção de xilanase, FPase, endoglucanase, ß-glicosidase e proteínas Totais por fermentação submersa (FSm). A fermentação ocorreu por 5 dias, à 30C e 200 rpm tendo como fonte de carbono: 1% de farelo de trigo lavado e meio nutriente. O fungo P47C3, identificado como Aspergillus niger, apresentou melhor produção dessas enzimas, sendo selecionado para a terceira etapa desse projeto. Essa última etapa, envolveu a escolha de uma enzima que não estivesse sua biologia estrutural elucidada. Diante desse fato, realizou-se um estudo de seleção do meio de cultivo, purificação e caracterização bioquimico-cinética da ß-Galactosidase. O fungo Aspergillus niger (P47C3) foi submetido a fermentação submersa, durante 5 dias, à 200 rpm em 30C. A purificação ocorreu em três etapas utilizando: colunas de troca iônica SP - Sephadex C-50 e a coluna SP -TSK 5PW; e gel filtração, com a resina Sephacryl S-200. A enzima ß-Galactosidase apresentou uma massa molecular de 125 kDa, sendo estável em pH 4,0, e com temperatura ótima de 55C. Avaliou-se a Kmap e Vmáxap de dois substratos, o PNPG e a lactose, sendo: 2,204 mM - 0,285 mM/min e 2,101 mM 0,750 mM/min, respectivamente. A inibição da hidrólise do substrato PNPG pela ß-Galactosidase na presença do produto inibidor galactose apresentou um valor de Ki de 5,01 mM. Por fim, a ß-Galactosidase foi submetida a condições de cristalização, as melhores condições ocorreram em tampão 0,2M Tris-HCl, tendo como agente precipitante, PEG 4000 12% em pH 8,6. Portanto, o protocolo inédito de purificação da ß-Galactosidase foi eficiente, sendo possível cristalizar essa enzima do fungo isolado da região amazônica, o qual apresentou grande potencial para a produção dessa enzima e que futuramente possa ser utilizado em aplicações industriais e inovações biotecnológicas.The selection of cellulase-producing fungi is one of the possible estrategies for obtaining necessary enzymes to hydrolyze the lignocellulosic material of plant biomass and thereby contribute to the viability of cellulosic ethanol production. The aim of this study was achive a screening of isolated fungi from the Amazon region to assess the production of enzymes related to plant biomass degradation, in order to select a line for production, purification and biochemical, kinetical and and structural biology characterizationof the ß-Galactosidase enzyme. Therefore, this work was undertaken in three stages, first of all it was performed a screening of 40 fungal strains isolated from the Amazon region through the cultivation in solid state fermentation (FES) at 35C for 240 hours, using as substrate wheat bran. It was evaluated the production of xylanase, endoglucanase, FPase, pectinase, ß-Glicosidase and total protein, and the fungi that stood out were: P6B2, the best producer of xylanase, P47C3 (Aspergillus niger), the best producer endoglucanase and ß-Glicosidase and P40B3, the best producer of FPase. These three fungi were selected for the second phase of this work for assessment in the production of xylanase, FPase, endoglucanase, ß-Glicosidase and total protein by submerged fermentation (FSm). The fermentation took place for 5 days at 30C and 200 rpm with a source of carbon: 1% of wheat bran washed and nutrient medium. The fungi P47C3, which was identified as Aspergillus niger, showed the best production of these enzymes, being selected for the third stage of this project. This last step involved the selection of an enzyme that has not been elucidated its structural biology. Given this fact, we carried out a study of selection of the medium, purification and biochemicalkinetical characterization of ß-Galactosidase. The Aspergillus niger (P47C3) was subjected to submerged for 5 days at 200 rpm at 30C. Purification occured in three steps using: ion exchange column SP-Sephadex C-50 and SP TSK-5PW column, and gelfiltration, with the resin Sephacryl S-200. The enzyme ß-Galactosidase showed a molecular weight of 125 kDa, being stable at pH 4,0, with anoptimum temperature of 55C. It was evaluated theKmap e Vmáxap of two substrates, PNPG and lactose, being: 2,204 mM-0,285 mM/min and 2,101 mM-0,75mM/min, respectively. The inhibition of hydrolasis of the substrate PNPG by ß-Galactosidase in the presence of galactose inhibitor product showed a Ki value of 5,01 mM. Finally, the ß-Galactosidase was subjected to crystallization conditions, the best conditions occurred in buffer 0,2M Tris- HCl, with the precipitation agent, 12% PEG 4000 at pH 8,6. Therefore, the unpublished protocol for purification of ß-Galactosidase was efficient and it is possible to crystallize this enzyme of isolated fungi from the Amazon region, which showed great potencial for the production of this enzyme and that the future can be used in industrial application and biotechnological innovations