Korrelation der Ligandendichte mit Zellverhalten auf bioaktivierten Hydrogelschichten

Diese Arbeit beschäftigte sich mit der Quantifizierung von Zelladhäsion vermittelnden Liganden in und auf dünnen Hydrogelschichten, die zur Oberflächenmodifizierung auf Biomaterialien aufgebracht wurden. Das bereits etablierte und gut charakterisierte inerte NCO-sP(EO-stat-PO) Hydrogelsystem, das eine einfache und reproduzierbare Bioaktivierung mit Peptiden erlaubt, wurde als Basis für diese Arbeit verwendet. Diese Hydrogele können auf zwei Weisen funktionalisiert werden. Liganden können entweder mit der Prepolymerlösung vor der Beschichtung gemischt (Einmischmethode) oder frische Hydrogelschichten mit einer Ligandenlösung inkubiert werden (Inkubationsmethode). Der erste Teil dieser in drei Hauptteile unterteilten Arbeit, beschäftigte sich mit der Konzentrationsbestimmung der Liganden in der gesamten Tiefe der Hydrogelschicht, während sich der zweite Teil auf die oberflächensensitive Quantifizierung von Zelladhäsion vermittelnden Molekülen an der biologischen Grenzfläche konzentrierte. Die Ergebnisse wurden mit Zelladhäsionskinetiken verglichen. Der dritte Teil dieser Arbeit beschäftigte sich mit der biochemischen als auch strukturellen Nachahmung der komplexen Extrazellulärmatrix (ECM). Das ECM Protein Fibronektin (FN) wurde über Zucker-Lektin Anbindung präsentiert und Zellverhalten auf diesen biomimetischen Oberflächen untersucht. Ebenfalls wurde Zellverhalten in einer dreidimensionalen Faserumgebung mit identischer Oberflächenchemie wie in den beiden ersten Teilen dieser Arbeit untersucht und mit der Peptidkonzentration korreliert. Insgesamt, war die Hauptfragestellung in dieser Arbeit ‘Wie viel?’, d.h. einerseits die Ermittlung der maximalen, als auch der für Zelladhäsion optimalen Ligandendichte. Im ersten praktischen Teil der vorliegenden Arbeit (Klassische Quantifizierung) wurden Liganden in der gesamten Hydrogelschicht, als auch speziell in oberen Bereichen der Schichten quantifiziert. Die Untersuchung der Hydrogelschichten in Wellplatten und auf Glas funktionalisiert mit GRGDS und 125I-YRGDS erfolgte in Kapitel 3 mittels Radioaktivmessung. Wurden Hydrogelschichten mittels Inkubationsmethode funktionalisiert, konnte eine Sättigung mit Liganden bei etwa 600 µg/mL ermittelt werden. Mittels Einmischmethode funktionalisierte Hydrogele erreichten keine maximale Ligandenkonzentration in den Schichten, mit dem Verhältnis 2/1 als maximales verwendetes Verhältnis. Höhere Liganden zu Prepolymer Verhältnisse als 2/1 wurden jedoch nicht verwendet, um eine ausreichende Vernetzung der Hydrogele nicht zu gefährden. Zur Detektion mittels Röntgenphotoelektronenspektroskopie (XPS) und Flugzeit-Sekundärionen-Massen-spektrometrie (TOF-SIMS) (Kapitel 4) wurden eine fluorierte Aminosäure und ein iodiertes Peptid mit den Prepolymeren in molaren Verhältnissen von 1/2, 1/1 und 2/1 gemischt. Beide Methoden ermittelten eine maximale Ligandenkonzentration bei Verhältnissen von 1/1. Zusätzliche Liganden (2/1) führten zu keiner vermehrten Anbindung. Wesentlich im Zusammenhang mit der Ligandenquantifizierung auf Biomaterialien ist, diese an der Oberfläche, die für Zellen zugänglich ist, durchzuführen. Im zweiten Teil dieser Arbeit (Oberflächensensitive Quantifizierung) kamen daher Methoden zum Einsatz, die Liganden ausschließlich auf der Oberfläche quantifizierten. Zur Detektion mit Oberflächenplasmon-resonanz (SPR) und akustischer Oberflächenwellentechnologie (SAW) in Kapitel 5 musste die Standardbeschichtung der Hydrogele von Glas und Silikon auf Cystamin funktionalisierte Goldoberflächen übertragen werden. Mittels Ellipsometrie und Rasterkraftmikroskopie (AFM) konnte nur eine dünne und inhomogene Hydrogelbeschichtung nachgewiesen werden. Dennoch zeigten SPR und SAW die Unterbindung von Serum und Streptavidin (SA) Adsorption auf nicht funktionalisierten Schichten, jedoch eine spezifische und konzentrationsabhängige SA Bindung auf Hydrogelschichten, die mit Biocytin und GRGDSK-biotin funktionalisiert wurden. Die Ligandenquantifizierung mittels Enzymgekoppeltem Immunadsorptionstest (ELISA) und Enzymgekoppelten Lektinadsorptionstest (ELLA) (Kapitel 6) wurde auf Hydrogelschichten in Wellplatten und auf Glas angewendet, die mit verschiedenen Liganden mittels Inkubation und Einmischung funktionalisiert wurden. Das Modellmolekül Biocytin, das biotinylierte Peptid GRGDSK-biotin, das ECM Protein Fibronektin (FN), als auch die Modellzucker N-Acetyl-glukosamin (GlcNAc) und N-Acetyllaktosamin (LacNAc) konnten spezifisch in verschiedenen Konzentrationen nachgewiesen werden. Beispielhaft seien hier Schichten auf Glas genannt, die mittels Einmischmethode mit GRGDSK-biotin funktionalisiert wurden, da diese zum Vergleich in Kapitel 8 herangezogen wurden. Auf diesen Oberflächen wurde eine maximale Peptidkonzentration auf der Oberfläche bei einem Peptid zu Prepolymer Verhältnis von 1/5 ermittelt. Neben diesen verschiedenen Quantifzierungsmethoden ist die in vitro Analyse mit Zellen nicht zu vernachlässigen (Kapitel 7). Hierzu wurden Hydrogele auf Glas aufgebracht und mit GRGDS mittels Einmischmethode funktionalisiert. Durch Zählen adhärenter primärer humaner dermaler Fibroblasten (HDF) auf Mikroskopbildern wurde eine maximale Zelladhäsion bei dem Peptid zu Prepolymer Verhältnis von 1/5 festgestellt. Hingegen wurde ein Verhältnis von 1/2 für optimale Zelladhäsion ermittelt, wenn Zellen zur Quantifizierung von den Hydrogelen abgelöst und im CASY® Zellzähler quantifiziert wurden. Zusätzlich wurde die Zellvitalität durch Messung intrazellulärer Enzymaktivitäten gemessen, jedoch konnte kein Zusammenhang zwischen Zellvitalität und GRGDS Konzentration hergestellt werden. Adhärente HDFs waren in allen Fällen vital, unabhängig von der Ligandenkonzentration auf der Oberfläche. Auch die Mausfibroblasten Zelllinie NIH L929 wurde auf Hydrogelen mit verschiedenen GRGDS zu Prepolymer Verhältnissen durch Zählen adhärenter Zellen auf Mikroskopbildern untersucht. Diese im Verhältnis zu HDFs wesentlich kleineren Mauszellen benötigten höhere GRGDS Konzentrationen (2/1) für maximale Zelladhäsion. Nach der Ligandenquantifizierung in Kapitel 3 bis 7, wurden diese Ergebnisse in Kapitel 8 miteinander verglichen. Hierzu wurden Messungen auf Hydrogelschichten verwendet, die mittels Einmischmethode funktionalisiert wurden. Während die Quantifizierung mittels Radioaktivmessung in der gesamten Tiefe der Hydrogelschichten keine maximale Ligandenkonzentration ermitteln konnte, war in den oberen Bereichen der Schicht ein Maximum an Liganden bei 1/1 festzustellen (XPS, TOF-SIMS). SPR und SAW wurden zum Vergleich nicht herangezogen, da die Beschichtung auf Gold erst optimiert werden muss. Oberflächensensitive Quantifizierung mittels ELISA und Zelladhäsion, die lediglich die sterisch zugänglichen Liganden auf einer Oberfläche nachweisen, ergaben übereinstimmend eine optimale Ligandenkonzentration für SA Bindung und Zelladhäsion bei einem Peptid zu Prepolymer Verhältnis von 1/5. Dies unterstreicht, wie wichtig der Vergleich der Methoden, als auch die Verwendung von oberflächensensitiven Methoden ist. Der dritten Teil dieser Arbeit beschäftigte sich mit der biochemischen und strukturellen Nachahmung der komplexen extrazellulären Umgebung (Advanced ECM engineering), ein wichtiger Aspekt in der Biomaterialforschung, da zum größten Teil zwei-dimensionale Biomaterialien zum Einsatz kommen, die direkt mit Liganden kovalent funktionalisiert werden. Die ECM ist jedoch um ein Vielfaches komplexer und die bestmögliche Nachahmung ist Voraussetzung für eine bessere Akzeptanz durch Zellen und Gewebe. In Kapitel 9 wurde eine Möglichkeit aufgezeigt, das ECM Protein FN nicht-kovalent über Zucker-Lektinbindungen zu immobilisieren. Ein Schichtaufbau von Hydrogel, dem darauf durch Mikrokontakt-druckverfahren (MCP) kovalent gebundenen Zucker Poly-N-Acetyllaktosamin (polyLacNAc) und den darauf nicht-kovalent gebundenen Galektin His6CGL2 und FN, konnte mit Fluoreszenzfärbung elegant nachgewiesen werden. Optimale Konzentrationen für den Schichtaufbau wurden mittels ELLA/ELISA auf Hydrogelschichten ermittelt, die durch Inkubation mit dem Zucker funktionalisiert wurden. Nur der komplette Schichtaufbau konnte zufriedenstellende HDF Adhäsion vermitteln und im Vergleich zu Zellkulturpolystyrol (TCPS) Oberflächen konnten HDFs auf dem biomimetischen Schichtaufbau schneller adhärieren und spreiten. Zudem wurde die Umorganisierung von auf Glas adsorbiertem FN, auf NCO-sP(EO-stat-PO) kovalent gebundenem FN und biomimetisch über polyLAcNAc-His6CGL2 gebundenem FN durch HDFs verglichen. Nur auf den biomimetischen Oberflächen schien eine Umorganisation durch die Zellen möglich, wie sie auch in der ECM zu finden ist. Diese biomimetische und flexible Präsentation eines Proteins erwies sich als vielversprechende Möglichkeit eine biomimetischere Oberfläche für Zellen zu schaffen, die eine optimale Biokompatibilität ermöglichen könnte. Auch die strukturelle Nachahmung der ECM ist eine vielversprechende Strategie zum Nachbau der ECM. In Kapitel 10 wurde ein Einschrittverfahren zur Herstellung synthetischer, bioaktiver und degradierbarer Faserkonstrukte durch Elektrospinnen zur Nachahmung der ECM präsentiert. In diesem System wurden durch Zugabe von NCO-sP(EO-stat-PO) als reaktives Additiv zu Poly(D,L-laktid-co-Glycolid) (PLGA) Fasern hergestellt, die mit einer ultradünnen, inerten Hydrogelschicht versehen waren. Es konnte gezeigt werden, dass durch die Verwendung von NCO-sP(EO-stat-PO) als Additiv die Adsorption von Rinderserumalbumin (BSA) im Vergleich zu PLGA um 99,2% reduziert, die Adhäsion von HDFs verhindert und die Adhäsion von humanen mesenchymalen Stammzellen (MSC) minimiert werden konnten. Spezifische Bioaktivierung wurde durch Zugabe von Peptidsequenzen zur Spinlösung erreicht, welche kovalent in die Hydrogelschicht eingebunden werden konnten und kontrollierte Zell-Faser Interaktionen ermöglichten, Um die spezifische Zelladhäsion an solchen inerten Fasern zu erzielen, wurde GRGDS kovalent auf der Faseroberfläche gebunden. Dies erfolgte durch Zugabe des Peptids zur Polymerlösung vor dem Elektrospinnen. Als Negativkontrolle wurde die Peptidsequenz GRGES an die Faseroberfläche gebunden, welche durch Zellen nicht erkannt wird. Während die Verhinderung unspezifischer Proteinadsorption für die Peptidmodifizierten Fasern erhalten blieb, konnten HDFs lediglich auf den mit GRGDS Peptid modifizierten Fasern adhärieren, proliferieren und nach zwei Wochen eine konfluente Zellschicht aus vitalen Zellen bilden. Zusätzlich konnten MSCs auf GRGDS funktionalisierten Fasern adhärieren. Liganden konnten auf Fasern quantifiziert werden, indem die ELISA Technik aus Kapitel 6 auf Faseroberflächen transferiert wurde. Um das Potential der biochemischen und strukturellen Nachbildung der ECM aufzuzeigen, wurden beide Ansätze miteinander kombiniert. Die Immobilisierung von polyLacNAc auf die Hydrogelfasern durch Inkubation und der Schichtaufbau mit His6CGL2 und FN resultierte in HDF Adhäsion.This thesis concerned the quantification of cell adhesion molecules (CAM) in and on thin hydrogel films as surface modification of biomaterials. The established and well characterized, per se inert NCO-sP(EO-stat-PO) hydrogel system which allows the easy and reproducible bioactivation with peptides was used as basis for this thesis. Two methods can be used to functionalize the coatings. Ligands can either be mixed into the prepolymer solution in prior to layer formation (mix-in method), or freshly prepared coatings can be incubated with ligand solution (incubation method). Divided into three major parts, the first part of the thesis dealt with the concentration of ligands in the bulk hydrogel, whereas the second part of the thesis focused on the surface sensitive quantification of CAMs at the biointerface. The results were correlated with cell adhesion kinetics. The third part of this thesis investigated the biochemical and the structural mimicry of the extracellular matrix (ECM). ECM proteins were presented via sugar-lectin mediated binding and cell behavior on these surfaces was analyzed. Cell behavior on three-dimensional fibers with identical surface chemistry as the coatings in the previous sections of the thesis was analyzed and correlated with the amount of peptide used for bioactivation. Overall, the main question of this work was ‘How much?’ regarding maximal as well as optimal ligand concentrations for controlled cell-hydrogel interactions. The focus in the first practical part of this thesis was to analyze the amount of ligands in NCO-sP(EO-stat-PO) hydrogels using classical quantification methods. Coatings in 96-well plates as well as on glass were functionalized with GRGDS and 125I-YRGDS for radioisotopic detection (Chapter 3). Using the incubation method for functionalization, a maximal ligand binding using peptide concentrations of 600 µg/mL could be determined. When functionalization was introduced via the mix-in method, a clear tendency for higher ligand concentrations with increasing ligand to prepolymer ratio was observed, but no maximal ligand binding could be detected with a ligand to prepolymer ratio of 2/1 being the highest ratio investigated. This ratio of 2/1 was not exceeded to ensure that complete crosslinking of the hydrogel was not affected. In Chapter 4, a fluorinated amino acid and an iodinated peptide were immobilized to the hydrogels using the mix-in method and were detected by X-ray photoelectron spectroscopy (XPS) and time-of-flight secondary ion mass spectrometry (TOF-SIMS). In these measurements, maximal ligand binding was detected for a ligand to prepolymer ratio of 1/1. Higher ligand to prepolymer ratios did not result in any significant increase in ligand concentrations in the surface near regions of the crosslinked hydrogels. To address the question of how many ligands were actually accessible for cell interaction at the interface, surface sensitive quantification methods were applied in the second part of this thesis. For the quantification with surface plasmon resonance (SPR) and surface acoustic wave technology (SAW) (Chapter 5), the hydrogel coating procedure needed to be transferred onto cystamine functionalized gold surfaces. Characterization with ellipsometry and atomic force microscopy (AFM) revealed inhomogeneous cystamine binding to the activated surfaces, which resulted in inhomogeneous coatings. Nevertheless, it could be shown that SPR as well as SAW were suitable methods for the surface sensitive quantification of the ligand concentration on NCO-sP(EO-stat-PO) hydrogels. Non-functionalized coatings resisted non-specific serum as well as streptavidin (SA) adsorption. Coatings functionalized with biocytin and GRGDSK-biotin introduced specific SA binding that was dependent on the biotin concentration at the surface. Additionally, enzyme linked immunosorbent assay (ELISA) and enzyme linked lectin assay (ELLA) (Chapter 6) were applied to coatings in 96-well plates and on glass. Coatings were functionalized with the model molecule biocytin, the biotinylated peptide GRGDSK-biotin, the ECM protein fibronectin (FN), as well as the carbohydrates N-acetylglucosamine (GlcNAc) and N-acetyllactosamine (LacNAc). All ligands could be successfully detected with antibodies or SA via ELISA or ELLA. Maximal GRGDSK-biotin binding to the hydrogel coatings on glass was achieved at a peptide to prepolymer ratio of 1/5, which was used as reference value in Chapter 8. Last but not least, cell adhesion (Chapter 7) was quantified depending on the GRGDS concentration on hydrogel coatings on glass. Maximal adhesion of primary human dermal fibroblast (HDF) was observed at GRGDS to prepolymer ratios of 1/5, when adherent cells were counted on life cell images. Quantification of adherent cells using the CASY® cell counter revealed maximal HDF adhesion at molar ligand to prepolymer ratios of 1/2. However, cell vitality detected by intracellular enzyme activities was not dependent on the GRGDS concentration. Cells which managed to adhere were vital regardless of the amount of ligands present. Additionally, adhesion of fibroblasts from the murine cell line NIH L929 was analyzed by counting on life cell images. These cells, being much smaller than the HDF cells, needed higher GRGDS to prepolymer ratios (2/1) for proper cell adhesion. All quantification methods applied to analyze hydrogels which were functionalized by the mix-in method in Chapter 3, 4, 6 and 7, were compared in Chapter 8. Radiodetection gave information about the ligand concentrations throughout the whole hydrogel and no maximal amount of ligands could be detected when increasing the peptide to prepolymer ratio. In contrast, XPS and TOF-SIMS which only penetrated the surface near regions of the coating, a maximal ligand binding to the hydrogel was detected for 1/1 ratios. SPR and SAW were not included in this comparison, as the coatings on gold need to be optimized first. The two surface sensitive quantification methods (ELISA and HDF adhesion) could give information about the quantity of peptide which was sterically available for SA or cell binding. With these methods, maximal SA and cell binding was detected at ratios of 1/5. These results underline the importance of carefully compare the different methods. Beside ligand quantification on hydrogels, the third part of this thesis was concerned with the biochemical and structural mimicry of the ECM by advanced ECM engineering to design biomimetic biomaterials that are better accepted by cells and tissue. The subject of Chapter 9 was the biomimetic and flexible presentation of the ECM protein FN. FN was attached via sugar-lectin mediated binding to NCO-sP(EO-stat-PO) hydrogels. The build-up of the covalently immobilized sugar poly-N-acetyllactosamine (polyLacNAc), the subsequent non-covalent binding of the fungal galectin His6CGL2, and FN could be elegantly proven by fluorescent staining on coatings which were functionalized with the sugar by micro contact printing (MCP). Further experiments were carried out on build-ups, where polyLacNAc was immobilized on the hydrogel by incubation. Optimal parameters for the layer build-up were determined by ELLA/ELISA. Only the complete build-up induced proper adhesion of HDFs. Compared to tissue culture polystyrene (TCPS), cells adhered and spread faster on the biomimetic surfaces. The flexible presentation of FN allowed HDFs to rearrange homogenously immobilized FN into fibrillar structures, which seemed not to be possible when FN was adsorbed on glass or covalently bound directly to the hydrogel coatings. This new approach of a flexible and biomimetic presentation of an ECM protein allows new ways to design biomaterials with best possible cell-material interactions. The work described in Chapter 10 focused on the structural mimicry of the fibrous ECM structures by electrospinning of synthetic, bioactive, and degradable fibers. Poly(D,L-lactide-co-glycolide) (PLGA) and NCO-sP(EO-stat-PO) were electrospun out of one solution in an easy one-step preparation resulting in fibers with an ultrathin inert hydrogel layer at the surface. By adding GRGDS to the solution prior to electrospinning, specifically interacting fibers could be obtained. In comparison to PLGA, the adsorption of bovine serum albumin (BSA) could be reduced by 99.2%. As a control, the non-active peptide GRGES was immobilized to the fiber. These fibers did not allow cell adhesion, showing that the integrity of the hydrogel coated fibers was not affected by the immobilization of peptides. HDF adhesion was obtained by functionalization with GRGDS, leading to the adhesion, spreading, and proliferation of HDFs. Also mesenchymal stem cells (MSC) could adhere to GRGDS functionalized fibers. Additionally, for ligand quantification, the ELISA technique was successfully transferred to fiber substrates. To highlight the potential of the approaches for the biochemical and structural mimicry of the ECM, the sugar polyLacNAc was immobilized on the PLGA/sP(EO-stat-PO) fibers followed by the subsequent layer build-up with His6CGL2 and FN. These fibers triggered HDF adhesion