Funktionelle Charakterisierung der Apyrase 1 aus Arabidopsis thaliana: Komplementation, subzelluläre Lokalisation und biochemische Charakterisierung

Apyrasen (NTPDasen) sind Nukleosidtri- und diphosphat spaltende Enzyme. Bisher konnten Apyrasen in allen untersuchten Pro- und Eukaryonten nachgewiesen werden. Im Gegensatz zu tierischen Organismen, in denen Apyrasen gut untersucht sind und eine Rolle in der Nukleotid-vermittelten Signaltransduktion spielen, ist in Pflanzen weit weniger bekannt. In dem Modellorganismus A. thaliana wurden bisher zwei Apyrasen – AtAPY1 und AtAPY2 – als funktionell beschrieben. Durch Knockoutstudien konnte gezeigt werden, dass beide Apyrasen redundant sind. Der Doppelknockout der AtAPY1 und AtAPY2 ist im Gegensatz zum Einzelknockout einer Apyrase letal. Auf Grund von Vorarbeiten wurde die AtAPY1 extrazellulär im Apoplasten vermutet, wo sie eine Rolle im ATP-Signalweg spielen könnte. In der vorliegenden Arbeit sollte die Apyrase 1 (AtAPY1) biochemisch charakterisiert und subzellulär lokalisiert werden. Die Aufklärung der biochemischen Eigenschaften und der subzellullären Lokalisation der AtAPY1 würde entscheidend mithelfen, die Funktion der Apyrasen in Pflanzen aufzuklären. Für die biochemische Charakterisierung wie der Bestimmung des pH-Optimums und des Substratspektrums der AtAPY1 war die Reinigung einer aktiven AtAPY1 notwendig. Da eine Überexpression einer aktiven AtAPY1 in E. coli nicht möglich war, wurde zur biochemischen Charakterisierung die AtAPY1 mit verschiedenen Systemen in vitro translatiert. Bei Verwendung von Retikulozytenextrakten konnte die AtAPY1 in vitro translatiert werden, zeigte aber in den Aktivitätstests keine Aktivität. Auf Grund ihrer enzymatischen Aktivität und Struktur scheint die AtAPY1 inhibierend auf verschiedene Expressionssysteme zu wirken, was die Gewinnung von aktiver AtAPY1 stark limitiert. In einem weiteren Ansatz wurde die AtAPY1-GFP nativ aus transgenen A. thaliana mittels anti-GFP markierter Matrix gereinigen. Die Reinigung der AtAPY1-GFP aus dem Gesamtproteinextrakt war erfolgreich und die immobilisierte AtAPY1-GFP zeigte eine Apyraseaktivität. Eine anschließende Elution des Proteins von der Matrix war allerdings zu stringent und führte zum vollständigen Aktivitätsverlust. Für die subzelluläre Lokalisation wurden Apyraseeinzelknockouts in Vorarbeiten mit zwei unabhängigen Konstrukten transformiert: zum einen wurde die Atapy1 C-terminal mit dem SNAP-Tag fusioniert und unter ihrem nativen Promotorbereich exprimiert, zum anderen erfolgte eine Überexpression der AtAPY1-GFP unter dem konstitutiven CaMV 35S-Promotor. Die komplementierten Pflanzen zeigten keine phänotypischen Unterschiede im Vergleich zum Wildtyp. Durch Immunfluoreszenz und in vivo Mikroskopie konnte die AtAPY1 in vesikelartigen Strukturen, jedoch nicht in der Plasmamembran oder extrazellulären Matrix nachgewiesen werden. Um die detektierten Strukturen einem Organell zuzuordnen, wurden Co-Lokalisationsstudien durchgeführt. Für Co-Lokalisation wurden die AtAPY1-GFP Pflanzen mit Markerproteinen transformiert oder mit den entsprechenden transgenen Pflanzen gekreuzt. Zum Nachweis der AtAPY1-GFP im sekretorischen Weg oder endozytotischen Vesikeln wurden transgene AtAPY1-GFP Pflanzen mit RabE1d-YFP transformiert, was jedoch keine Co-Lokalisation zeigte. Anschließend erfolgten Kreuzungen mit transgenen Pflanzen, die die Golgi-Markerproteine Membrin 12, Syntaxin of plants 32 oder Golgi transport protein 1-Homolog exprimierten. Mit allen drei Kreuzungen konnte eine Co-Lokalisation der AtAPY1-GFP mit dem entsprechenden Markerprotein im Golgi gezeigt werden. Durch eine zusätzliche Behandlung der AtAPY1-GFP Pflanzen mit dem Membranfarbstoff FM4-64, welcher das trans-Golgi-Netzwerk aber nicht den Golgi-Apparat anfärbt und dem fungiziden Toxin Brefeldin A, welches zur Bildung von BFA-Kompartimenten durch die Fusion des trans-Golgi-Netzwerks mit Endosomen und Teilen des trans-Golgi-Apparates führt, konnte die AtAPY1-GFP dem Golgi-Apparat zugewiesen werden. Weiterhin wurde untersucht, ob die AtAPY1 löslich oder membrangebunden im Golgi-Apparat vorliegt. Um zwischen löslichen, peripheren und integralen Membranproteinen zu unterscheiden, wurde das mikrosomale Pellet mit verschiedenen Detergenzien und Salzen behandelt. Hohe Salz- (2 M NaCl) und alkalische Bedingungen (0,2 M Na2CO3) führten zur Ablösung peripherer Proteine von der Membran. Harnstoff (4 M) und das anionische Detergenz SDS (0,2 %) führten zur Denaturierung von Proteinen und zum Nachweis integraler Proteine. Es konnte gezeigt werden, dass die AtAPY1-GFP ein integrales Membranprotein ist, da sie ausschließlich in den mit SDS und Harnstoff behandelten Fraktionen im Überstand mittels Western Blot nachgewiesen werden konnte. Die genaue Funktion der AtAPY1 im Golgi-Apparat ist noch ungeklärt, da der Fokus der bisherigen Apyraseforschung von einer Lokalisation der AtAPY1 in der Plasmamembran ausging und frühere Ergebnisse in neuem Kontext diskutiert werden müssen.:ABKÜRZUNGEN 7 1. EINLEITUNG 9 1.1. APYRASEN 9 1.2. APYRASEN IN TIEREN 11 1.2.1. ROLLE DER NTPDASEN BEI DER THROMBOZYTENAGGREGATION 11 1.3. APYRASEN IN PFLANZEN 12 1.3.1. ROLLE EXTRAZELLULÄRER APYRASEN 13 1.3.2. GOLGI LOKALISIERTE APYRASEN 15 1.3.3. KENNTNISSTAND ÜBER APYRASEN IN A. THALIANA 16 1.4. VORARBEITEN 20 1.5. ZIELSTELLUNG 21 2. MATERIAL 22 2.1. GERÄTE 22 2.2. CHEMIKALIEN 23 2.3. HÄUFIG GENUTZTE PUFFER 24 2.4. BESONDERE VERBRAUCHSMATERIALIEN 24 2.5. KITS/STANDARDS 25 2.6. ENZYME 25 2.7. VEKTOREN 26 2.8. ZELLLINIEN 26 2.9. OLIGONUKLEOTIDE 27 2.10. ANTIKÖRPER (AK) 28 2.11. ANTIBIOTIKA/HERBIZIDE 28 2.12. VERWENDETE PFLANZENLINIEN 29 2.13. SCHLÜSSELNUMMERN (ACCESSION CODES) 29 2.14. SPEZIELLE SOFTWARE 30 3. METHODEN 31 3.1. ALLGEMEINE METHODEN 31 3.1.1. PFLANZENKULTIVIERUNG 31 3.1.1.1. Arabidopsis thaliana 31 3.1.1.2. Nicotiana benthamiana 31 3.1.2. KREUZEN VON A. THALIANA 31 3.1.3. TRANSFORMATION 31 3.1.3.1. Bakterien 31 3.1.3.2. Arabidopsis thaliana 32 3.2. MOLEKULARBIOLGISCHE METHODEN 33 3.2.1. PLASMIDPRÄPARATION 33 3.2.2. RNA-EXTRAKTION 33 3.2.3. REVERSE TRANSKRIPTION 33 3.2.4. NACHWEIS DER INTEGRITÄT VON RNA UND CDNA 34 3.2.5. DNA-EXTRAKTION AUS PFLANZEN 34 3.2.6. POLYMERASE-KETTENREAKTION (PCR) 35 3.2.7. AGAROSE-GELELEKTROPHORESE VON DNA 35 3.2.8. REINIGUNG VON DNA-FRAGMENTEN AUS AGAROSEGELEN 36 3.2.9. DNA-FÄLLUNG 36 3.2.10. KLONIERUNG DER ATAPY1-HIS UND SNAP-HIS IN E. COLI 36 3.3.1. KOMPLEMENTATION VON APYRASE DOPPELKNOCKOUT MUTANTEN 37 3.3.2. IMMUNFLUORESZENZ 38 3.3.2.1. Probenpräparation 38 3.3.2.2. Konfokale Mikroskopie 39 3.3.3. IN VIVO MIKROSKOPIE VON ATAPY1-GFP EXPRIMIERENDEN KEIMLINGEN 39 3.3.3.1. FM4-64 und Brefeldin A – Behandlung 39 3.3.3.2. Co-Lokalisation mit RabE1d, MEMB12, GOT1P-Homolog, SYP32 40 3.3.4. PROTOPLASTENISOLATION 40 3.3.5. PH-WECHSEL IM APOPLASTEN VON ATAPY1-GFP-KEIMLINGEN 41 3.4. PROTEIN-BIOCHEMISCHE METHODEN 41 3.4.1. PROTEINISOLATION 41 3.4.2. SOLUBILISIERUNG VON MEMBRANPROTEINEN 41 3.4.3. PROTEINBESTIMMUNG 42 3.4.4. SDS-PAGE 42 3.4.5. WESTERN BLOT 43 3.4.6. COOMASSIE-FÄRBUNG 43 3.4.7. KOLLOIDALE COOMASSIE-FÄRBUNG 44 3.4.8. PONCEAU-S-FÄRBUNG 44 3.4.9. IMMUNDETEKTION 44 3.4.10. PROTEINREINIGUNG MITTELS NI-NTA-SÄULENCHROMATOGRAPHIE 45 3.4.11. ISOLATION UND REINIGUNG DER ATAPY1-GFP AUS A. THALIANA 46 3.4.12. IN-VITRO TRANSLATION (IVT) ATAPY1-GFP UND ATAPY1-SNAP 46 3.4.13. QUANTIFIZIERUNG DES ATAPY1-SNAP-PROTEINS (IVT) 47 3.4.14. AKTIVITÄTSMESSUNG DER ATAPY1 48 3.4.14.1. Eisensulfat-Test 48 3.4.14.2. Malachitgrün-Test 49 4. ERGEBNISSE 50 4.1. SUBZELLULÄRE LOKALISATION DER ATAPY1 50 4.1.1. KOMPLEMENTATION DES LETALEN ATAPY1 UND ATAPY2 DOPPELKNOCKOUTS 50 4.1.2. DIE ATAPY1 IST IM GOLGI-APPARAT LOKALISIERT 55 4.1.2.1. Indirekte Immunfluoreszenz von AtAPY1-SNAP in Vesikeln 55 4.1.2.2. AtAPY1-GFP lokalisiert in Vesikeln 56 4.1.2.3. Keine Lokalisation der AtAPY1 in Plasmamembran und Apoplast 58 4.1.3. CO-LOKALISATIONSSTUDIEN DER ATAPY1-GFP 59 4.1.3.1. Keine Co-Lokalisation in sekretorischen Vesikeln 60 4.1.3.2. AtAPY1 ist Brefeldin A-sensitiv 61 4.1.3.3. AtAPY1 co-lokalisiert nicht mit FM4-64 64 4.1.3.4. Co-Lokalisation mit den Golgimarkerproteinen MEMB12, GOT1P-Homolog und SYP32 65 4.1.4. ATAPY1 IST EIN INTEGRALES MEMBRANPROTEIN 67 4.2. BIOCHEMISCHE CHARAKTERISIERUNG DER ATAPY1 69 4.2.1. EXPRESSION DER ATAPY1 IN E. COLI 69 4.2.2. IN VITRO TRANSLATION DER ATAPY1 71 4.2.3. REINIGUNG DER ATAPY1 AUS A. THALIANA 74 4.2.4. AKTIVITÄTSBESTIMMUNG DER ATAPY1 75 5. DISKUSSION 77 5.1. BEDEUTUNG DER LOKALISATION DER ATAPY1 FÜR DIE APYRASEFORSCHUNG 77 5.2. FUNKTION DER ATAPY1 IM GOLGI-APPARAT 78 5.2.1. AKKUMULATION VON STÄRKEGRANULA IN CHLOROPLASTEN 79 5.2.2. ROLLE DER APYRASEN BEI DER ZELLDIFFERENZIERUNG 81 6. AUSBLICK 86 7. ZUSAMMENFASSUNG 88 8. ABBILDUNGS- UND TABELLENVERZEICHNIS 90 9. LITERATURVERZEICHNIS 92 10. ANHANG 10