Bases moleculares de la especificidad de la proteína desacoplante UCP1 por su ligando activador

184 p.-103 fig.-19 tab.En 1961, en tiempos en los cuales se buscaba un intermediario químico para explicar el acoplamiento entre la oxidación de los sustratos y la producción de energía, Peter Mitchell formuló la denominada hipótesis quimiosmótica de la fosforilación oxidativa [Mitchell, 1961]. Esta teoría establece que la cadena transportadora de electrones está acoplada a la síntesis de ATP mediante un gradiente de potencial electroquímico de protones (∆µH +) que se crea a través de las membranas transductoras de energía [Mitchell, 1976]. Durante la respiración mitocondrial, la oxidación de sustratos genera un flujo de electrones a través de la cadena respiratoria que se encuentra estrechamente acoplado al bombeo de protones fuera de la matriz (figura 1). La membrana interna mitocondrial es impermeable a los protones, por lo que su exclusión de la matriz genera un ∆µ H+ que estará compuesto de dos componentes, la diferencia de potencial eléctrico (∆Ψ) y la diferencia de potencial químico (∆pH). La energía de este gradiente se utilizará para la producción de ATP a través de la ATPsintasa o para el transporte de metabolitos a través de la membrana interna mitocondrial. En estado estacionario, el bombeo de protones a través de la cadena respiratoria tiene que estar estrechamente compensado por la reentrada de éstos en la matriz. La principal vía de reentrada de los protones en la matriz es la ATPsintasa, aunque también parte del gradiente de potencial electroquímico de protones es usado para el transporte de iones y metabolitos. Se puede decir entonces, que el flujo de protones se encuentra acoplado a la síntesis de ATP, y que por lo tanto, la velocidad de la respiración está controlada principalmente por la demanda de ATP en la célula [revisión Nicholls & Ferguson, 2002]. En 1551 Conrad Gesner, al describir el tejido interescapular de marmota, observó que la grasa parda constituía un tejido distinto al tejido adiposo blanco (TAB) [Gesner et alSi bien hasta 1817 se pensó que formaba parte del timo y que tenía una función endocrina, posteriormente se generalizó la idea de que era un tejido graso modificado cuya función se limitaba a ser un depósito de grasa. A principios de siglo se retomó la creencia de un papel endocrino del tejido, pero no fue hasta principios de los 60 cuando se demostró su función termogénica [revisión Trayhurn & Nicholls, 1986]. La principal función del TAP es la de generar calor en un proceso denominado termogénesis sin tiritación. Este proceso es vital para los animales hibernantes y para todos los mamíferos en el momento de nacer, ya que ayuda a compensar la pérdida de calor al abandonar el ambiente intrauterino materno. Durante el desarrollo, la actividad termogénica disminuye y el tejido involuciona hasta convertirse en morfológicamente indistinguible del TAB [revisión Trayhurn & Nicholls, 1986]. En animales hibernantes y otros pequeños mamíferos, la regresión es sólo parcial y el tejido se vuelve a estimular durante la vida adulta en situaciones de exposición al frío [Nicholls & Locke, 1984] o con una dieta hipercalórica [Himms-Hagen, 1989] Sin embargo, en humanos adultos no existen evidencias de la estimulación del tejido [Trayhurn & James, 1983]. En roedores, se ha descrito su implicación en la regulación del peso corporal [Rothwell & Stock, 1979]. Los primeros que sugirieron que las mitocondrias del TAP presentaban una baja eficiencia energética fueron Lepkovsky et al. [1959]. Estos autores observaron que mientras en hígado el cociente P/O (moles de ATP producidos por mol de oxígeno consumido) era de 1.8, en el tejido adiposo pardo el cociente era muy próximo a cero incluso cuando los valores de consumo de oxígeno de ambos tejidos eran similares. En 1967, Lindberg et al observaron que un homogenizado conjunto de tejido hepático y adiposo marrón proporcionaba un cociente P/O equivalente a la mezcla de ambos, o lo que es lo mismo, a la mezcla de mitocondrias acopladas (con P/O próximo a 1.8) y desacopladas (con P/O próximo a 0) en las proporciones de partida. Este descubrimiento indicó que el factor que disminuía la eficiencia energética de las mitocondrias era específico del tejido adiposo pardo. En un principio se pensó que esta disminución en el rendimiento energético podía ser consecuencia de la pérdida de la maquinaria del proceso de fosforilación oxidativa. Esta hipótesis fue desechada en experimentos posteriores que demostraron la elevada capacidad de los ácidos grasos para disminuir el rendimiento en la producción de ATP de las mitocondrias de TAP comparándolas con las de hígado o cerebro. Se comprobó que las mitocondrias de TAP eran capaces de sintetizar ATP, aunque para ello era requisito imprescindible retirar con albúmina los ácidos grasos presentes en las preparaciones [Guillory & Racker, 1968]. Al año siguiente, Hittelman et al. [1969] vieron que si se añadía a la preparación CoA, carnitina y ATP (necesarios para el proceso de activación de los ácidos grasos) no era necesaria la adición de albúmina para eliminar los ácidos grasos presentes en la preparación. En ambas situaciones se incrementaba el rendimiento energético de estas mitocondrias, por lo que a partir de este momento se propuso que la baja eficiencia de estas mitocondrias era consecuencia de un desacoplamiento entre la cadena respiratoria y la fosforilación oxidativa [Lindberg et al.1967]. Sin embargo, se observó que el efecto reacoplante ocasionado por la retirada de los ácidos grasos debido a su activación o mediante la adición de albúmina no era equiparable, por lo que algunos autores pensaron que el desacoplamiento de las mitocondrias del TAP no era provocado por los ácidos grasos en general, sino por una fracción específica de éstos [Bulychev et al.,1972]. De forma simultánea a las anteriores investigaciones, Rafael y colaboradores realizaron un descubrimiento vital. Estos autores observaron que la adición de ATP o GTP milimolar junto con albúmina a las preparaciones de mitocondrias de TAP incrementaba notablemente la proporción de mitocondrias acopladas con lo cual se señalaba por primera vez a los nucleótidos como inductores del control respiratorio en estas mitocondrias [Rafael et al., 1969]. La discrepancia observada en los datos de reacoplamiento obtenidos tras la retirada de los ácidos grasos por la albúmina o por su activación fue explicada por Cannon et al. en 1973 argumentando que el ATP actuaba de modo dual, activando los ácidos grasos e induciendo el control respiratorio en la mitocondria. Estos autores establecieron que la adición de ATP 0.8 mM a una preparación de mitocondrias de TAP era suficiente para observar ambos efectos, mientras que una adición de 55 µM de ATP era suficiente para activar los ácidos grasos endógenos, pero insuficiente para conseguir un control respiratorio [Cannon et al.En 1976, David Nicholls descubrió que la unión de los nucleótidos a las mitocondrias era insensible a atractilato y tenía lugar en la cara externa de la membrana interna mitocondrial [Nicholls, 1976a]. Esto permitió la cuantificación de la proteína en la membrana y con ello se demostró que existía una relación entre el estado termogénico del TAP y la capacidad de unión de nucleótidos de modo que ésta se incrementaba tras un período de aclimatación al frío [Rafael & Heldt, 1976]. Ese mismo año, Ricquier & Kader [1976] encontraron una banda proteica de 32 KDa cuya expresión se potenciaba en las mitocondrias de TAP de rata que habían sido expuestas al frío y la atribuyeron a una posible flavoproteína o a algún tipo de citocromo de función desconocida. Dos años más tarde Nicholls y colaboradores, mediante marcaje por fotoafinidad, identificaron esta proteína como un polipéptido de 32 KDa responsable del fenómeno de desacoplamiento de las mitocondrias de TAP y la denominaron UCP [Heaton et al., 1978]. Esta proteína se localizaba en la membrana interna mitocondrial y su actividad se inhibía en presencia de nucleótidos púricos y se estimulaba en presencia de ácidos grasos. Poco después se consiguió purificar tanto en hámster como en rata [Lin & Klingenberg 1980] y cinco años después, Bouillaud et al. [1985] y paralelamente Jacobsson et al. [1985], clonaron la proteína. El mismo año, Klingenberg y colaboradores, secuenciaron la UCP de TAP [Aquila et al, 1985] y la reconstituyeron en liposomas [Klingenberg & Winkler, 1985]. El posterior hallazgo en varios tejidos de proteínas homólogas a la UCP hizo que se redenominase a la proteína como UCP1 [revisión Ricquier & Bouillaud, 2000].Peer reviewe