Hochverzweigte Polymere als chromatographische Selektoren

Moderne analytische Verfahren ermöglichen eine höchst effiziente Auftrennung und eine selektive Detektion von Zielanalyten. Dies ist vor allem in der Medizin von Bedeutung, da eine frühzeitige Diagnose von Krankheiten in den meisten Fällen zu einer wesentlich erfolgreicheren Behandlung beiträgt. In unserer heutigen Industriegesellschaft werden daher hochsensitive und effiziente Analysemethoden stärker benötigt als je zuvor. Diverse Umweltgifte oder gesundheitliche Schadstoffe gelangen vermehrt in Grundwasser und Umwelt. Eine Analyse ist aufgrund der oft nur geringen Konzentrationen und der Komplexität diverser Proben häufig mit großen Schwierigkeiten verbunden. Obwohl die Sensitivität und Effizienz zur Bestimmung von Krankheitsmarkern (Biomarker) und Schadstoffen immer weiter zunimmt, stoßen selbst höchstsensitive Analysemethoden an ihre Grenzen. Gerade bei kleinsten Konzentrationen an Zielanalyten oder bei komplexen Gemischen ist eine direkte Detektion ohne weitere Vorbehandlung, wie Aufkonzentrierungen oder Markierungen, äußerst schwierig oder nicht möglich. Eine Optimierung dieser Methoden, deren Automatisierung sowie sensitivere Detektorsysteme werden benötigt. Darüber hinaus ist die Entwicklung von neuartigen, selektiveren mobilen und stationären Phasen ein hochinteressantes und umfangreich untersuchtes Forschungsgebiet. Die Verwendung von hochselektiven Additiven, wie Cyclodextrinen, Kronenethern, Mizellen und andere chirale Selektoren in der Hochleistungsflüssigkeitschromatographie (HPLC), Kapillarelektrophorese (CE)[1,2] oder in der Dünnschicht-Chromatographie (TLC)[3] wurde bereits umfangreich untersucht und etabliert. Hochfunktionalisierte Polymere als äußerst spezifische Selektoren mit hoher Selektivität stellen vielversprechende Materialien dar, die ebenfalls eine Optimierung in der HPLC und CE erzielen.[4-9] Der Einsatz von Polymeren in molekular geprägten Matrizen (molecular imprinted polymers, MIP) oder in monolithischen Trennsäulen wird bereits äußerst erfolgreich in der TLC, HPLC und CE genutzt.[7-11] Eine solch hochselektive Säulenmodifizierung bietet eine sehr gute Performance und hervorragende Trennleistungen. Ein Nachteil dieser hochselektiven Modifizierung ist jedoch die Spezialisierung nur auf das jeweilige Problem. Eine universelle Verwendung für komplexe Gemische und eine Fülle von Analyten ist limitiert. Ein sehr vielversprechender Aspekt ist der Einsatz von Polymeren als chirale Selektoren in der stationären wie auch in der mobilen Phase. Die große Anzahl an kommerziell erhältlichen Trennsäulen mit einer Polymermodifizierung und das ständig umfangreichere Angebot solcher Säulen[12] verdeutlichen diesen Trend und zeigen, dass die Nutzung von polymeren Architekturen für eine weitere Optimierung diverse Möglichkeiten bietet. Hochverzweigte Polymere stellen unter den Polymeren vielversprechende Materialien dar, die aufgrund ihrer Vorteile zu einer effektiven Optimierung beitragen können.[12] Die hohe Anzahl an terminalen Gruppen ermöglichen es, gut zugängliche anwendungsorientierte Modifizierungen durchzuführen, um gewünschte Eigenschaften zu generieren. Durch die hohe Variabilität der Polymere selbst und der diversen Modifizierungsmöglichkeiten zeigen maßgeschneiderte Polymere ein enormes Potential und die Möglichkeit hochselektive Wechselwirkungen mit Zielanalyten zu etablieren. Die Modifizierung mit einer Schale um den polymeren Kern ermöglicht weitere Optimierungen für den Einsatz von Kern-Schale-Architekturen. Beispiele hierfür sind unter anderem die Vermittlung höherer Löslichkeit durch eine Modifizierung des hydrophilen/hydrophoben polymeren Kerns zur Etablierung einer äußeren Schale. Ebenso können durch die Modifizierung gezielte Eigenschaften generiert werden, die eine spezifische Interaktion mit Oberflächen oder Wirkstoffen ermöglichen. Die Zielsetzung dieser Arbeit ist die Synthese und die Untersuchung von Kern-Schale-Architekturen als chromatographische Selektoren. Als polymerer Kern wird hochverzweigtes Poly(ethylenimin) (PEI) verwendet, das mit einer Oligosaccharidschale modifiziert wird. Das PEI wird mit den Kerngrößen 5 und 25 kDa verwendet, wodurch eine Untersuchung des Kerneinflusses möglich ist. Weiterhin wird die Dichte der Oligosaccharidschale eingestellt. Dafür wird eine dichte, moderate bis offene und eine sehr offene Oligosaccharidschale um den polymeren Kern generiert. Infolge dessen kann der Einfluss der Schalendichte auf die Interaktion mit Beispielanalyten evaluiert werden. Für die Oligosaccharidschale (OS) werden darüber hinaus drei verschiedene Oligosaccharide (Maltose, Lactose und Maltotriose) verwendet, um den Einfluss der Art der Schale zu prüfen. Durch diese Variationen können 15 unterschiedliche PEI-OS Kern-Schale-Architekturen synthetisiert und untersucht werden. Weiterhin soll der hydrophobe Anteil der Kern-Schale-Architekturen durch die Anbindung von unpolaren Seitenketten an einen PEI-Kern erhöht werden. Auf diese Art und Weise können nicht-kovalente Wechselwirkungen mit lipophilen Systemen untersucht werden. Um polymere Kern-Schale-Architekturen möglichst effizient in der TLC, HPLC und CE einsetzen zu können, ist es essentiell, ihre Eigenschaften und die Art und Weise der Wechselwirkungen zu kennen, die sie mit möglichen Gastmolekülen eingehen. Durch die Untersuchung dieser Wechselwirkungen können Informationen über deren Interaktionen und eine mögliche Manipulation bzw. Optimierung dieser erhalten werden. Ein zielgerichteter und effektiver Einsatz mit diesen Kern-Schale Architekturen kann so vorbereitet werden. [1] T. J. Ward, K. D. Ward, Anal. Chem. 2012, 84, 626-35. [2] W. J. Cheong, S. H. Yang, F. Ali, J. Sep. Sci. 2013, 36, 609-28. [3] M. D. Bubba, L. Checchini, L. Lepri, Anal. Bioanal. Chem. 2013, 405, 533-554. [4] M. Hanson, K. K. Unger, Trends Anal. Chem. 1992, 11, 368-373. [5] J. Kirkland, J. Chromatogr. A 2004, 1060, 9-21. [6] F. Gasparrini, D. Misiti, R. Rompietti, C. Villani, J. Chromatogr. A 2005, 1064, 25-38. [7] A. Martin-Esteban, Trends Anal. Chem. 2013, 45, 169-181. [8] I. Nischang, J. Chromatogr. A 2013, 1287, 39-58. [9] R. D. Arrua, M. Talebi, T. J. Causon, E. F. Hilder, Anal. Chim. Acta 2012, 738, 1-12. [10] P. Jandera, J. Chromatogr. A 2013, 1313, 37-53. [11] F. Svec, J. Sep. Sci. 2004, 27, 1419-1430. [12] M. Tang, J. Zhang, S. Zhuang, W. Liu, Trends Anal. Chem. 2012, 39, 180-194